Institut de Biologie des Plantes - UMR 8618

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Cycle Cellulaire et Développement

Compositions de l’équipe

• Moussa Benhamed (MCF, Université Paris-Sud)
• Catherine Bergounioux (DR2 émérite, CNRS)
• Quentin Bruggeman (Doctorant)
• Céline Charon (MCF, Université Paris-Sud)
• Marianne Delarue (MCF, Université Paris-Sud)
• Séverine Domenichini (AI, CNRS et doctorante) associée à l’équipe à 50%
• Michel Dron (PR1, Université Paris-Sud)
• Elodie Hudik (IE, CDD ANR)
• Teddy Jégu (Etudiant en M2)
• Christelle Mazubert (TCS, Université Paris-Sud)
• Florence Prunier - Piron (IE, CDD ANR)
• Cécile Raynaud (CR1, CNRS)

Partie Scientifique

Objectif

Notre équipe s’intéresse à différents aspects de la régulation du cycle cellulaire chez les plantes, afin d’élucider les mécanismes qui contrôlent la prolifération cellulaire ou au contraire l’induction de la mort cellulaire programmée au cours du développement. Nous nous intéressons plus particulièrement au contrôle de l’entrée en phase S du cycle cellulaire, aussi bien dans les cellules en prolifération que dans les cellules subissant l’endoréplication, qui est un type de cycle cellulaire particulier défini par une succession de phases S sans mitoses. Une originalité de notre équipe est de s’intéresser également au comportement des organites et plus particulièrement des plastes au cours du cycle cellulaire, ainsi qu’à leur éventuel rôle comme source de signaux régulateurs. Par ailleurs nous caractérisons également une voie de signalisation contrôlant l’arrêt du cycle cellulaire et l’induction de la mort cellulaire programmée. L’identification de nouveaux acteurs de cette voie a pour but d’aborder ses implications physiologiques au cours du développement ou en réponse à des stress.

Thèmes de recherche

Le groupe développe plusieurs thèmes de recherche, tous en rapport avec la régulation du cycle cellulaire :
 Communication plastes/noyaux et cycle cellulaire
 Contrôle de la mort cellulaire programmée par la voie du myo-inositol
 Régulation du cycle cellulaire et remodelage de la chromatine
 Rôle des protéines de liaison à l’ARN de type TEL dans le contrôle de la croissance et du développement

Principaux résultats

 Communication plastes/noyaux et cycle cellulaire Le dialogue chloroplaste/noyau au cours du cycle cellulaire peut être abordé sous deux angles différents : (i) existe-t-il des mécanismes coordonnant la prolifération des plastes et la progression du cycle cellulaire ? et (ii) des signaux en provenance des plastes peuvent-ils affecter la régulation du cycle cellulaire ?

La protéine AtCDT1a régule le cycle cellulaire et la division des plastes (Raynaud et al., 2005). A gauche : phénotype d’une plante dans laquelle le gène AtCDT1a a été inactivé par RNAi, elles présentent une croissance très réduite par rapport au type sauvage due à une inhibition du cycle cellulaire. A droite : observation de cellules de feuilles de cette plante. Sur cette image les chloroplastes apparaissent en rouge (autofluorescence de la chlorophylle) et les noyaux en vert (expression d’une protéine nucléaire fusionnée à la GFP). Les plantes CDT1-RNAi présentent des cellules contenant plusieurs plastes de taille normale, et des cellules contenant un seul chloroplaste géant.

Ces résultats suggèrent l’existence d’un couplage entre cycle cellulaire et division des plastes en phase S (Raynaud et al., 2005). L’équipe cherche à mettre en évidence ce couplage en étudiant la division des plastes au cours du cycle. Elle poursuit la caractérisation fonctionnelle de cette protéine et aborde à la fois son implication dans le développement des gamétophytes, le maintien de l’intégrité du génome nucléaire et dans le contrôle de la division des plastes.

La prolifération cellulaire est réduite dans le mutant crl. Les cellules en prolifération ont été marquées par incorporation d’EdU au cours de la phase S du cycle cellulaire. Le marquage est nettement réduit chez le mutant crl par rapport au type sauvage (WT).

La protéine CRL est localisée dans le chloroplaste, son absence affectant profondément la prolifération cellulaire (Asano et al, 2004), il est probable que des signaux en provenance des plastes soient capables de réguler le cycle cellulaire. L’étude des voies de régulation mises en jeu est en cours dans le cadre d’une collaboration avec Y. Yoshioka (Université de Nagoya).

Ce projet est financé par un contrat ANR Jeune chercheur (IPNODEV 2010-2012).

 Contrôle de la mort cellulaire programmée par la voie du myo-inositol

Le mutant atips1 présente une mort cellulaire spontanée dépendante des conditions d’éclairement (Meng et al., 2009. A gauche : plantes sauvages (Col-0) et mutantes (atips1) cultivées en jours courts (SD) ou en jours longs (LD). A droite : mutant atips1(en bas) et suppresseur de la mutation (en haut) obtenu par mutagenèse EMS.

L’équipe s’intéresse aux voies de signalisation aboutissant à l’induction de la mort cellulaire programmée en absence de myo-inositol (collaboration avec le groupe d’H. Hirt, URGV, Evry), ainsi qu’à la régulation de l’expression du gène AtIPS1, notamment en réponse à des stress biotiques. Une mutagenèse EMS a été réalisée sur le mutant atips1 et des suppresseurs de la mutation ont ainsi pu être isolés. Ils sont en cours de caractérisation et nous permettront d’isoler de nouveaux facteurs impliqués dans le contrôle de la mort cellulaire programmée chez Arabidopsis.

Ce travail est financé par un contrat ANR blanc (MAPK-IPS, 2010-2013).

 Régulation du cycle cellulaire et remodelage de la chromatine L’équipe a identifié une protéine régulatrice du cycle cellulaire associée à la chromatine, et notamment aux régions d’hétérochromatine.

Un régulateur du cycle cellulaire régule positivement l’endoréplication et est associé à l’hétérochromatine. Des plantes sur-exprimant ce régulateur fusionné à la GFP ont été générées. En haut à gauche : analyse par cytométrie en flux de la distribution des cellules dans les différentes phases du cycle en fonction de la présence ou de l’absence de GFP. On constate que les cellules exprimant la protéine d’intérêt ont un niveau de ploïdie élevé, ce qui suggère que cette protéine régule positivement l’endoréplication. En haut à droite : immuno-localisation de cette protéine dans un noyau d’Arabidopsis. La GFP co-localise avec les chromocentres (observés au DAPI) et la marque d’hétérochromatine H3K9me2. En bas : analyse des sites de fixation de cette protéine par ChIP-seq.

Ces observations nous ont conduits à nous interroger sur les mécanismes assurant le recrutement de ce facteur au niveau de la chromatine, et les relations entre remodelage de la chromatine et endoréplication.

 Rôle des protéines de liaison à l’ARN de type TEL dans le contrôle de la croissance et du développement Le groupe s’intéresse aux protéines de liaison à l’ARN de type TEL, uniquement présente chez les plantes terrestres. Des approches EVO/DEVO ont montré une expression des gènes correspondant toujours associée à des tissus présentant une forte division cellulaire (Paquet et al., 2005 ; Charon et al., 2010). Ces protéines réguleraient notamment la mise en place des feuilles, et de façon plus générale, la croissance, en fonction de l’énergie disponible pour la plante. L’étude des mécanismes mis en jeux et notamment l’identification des cibles de ces protéines est en cours.

Ce projet est financé par un contrat ANR Jeune chercheur (IPNODEV 2010-2012).

Les protéines TEL auraient un rôle conservé dans la mise en place des feuilles chez les plantes terrestres (Vivancos et al., 2012). A gauche : expression du gène DsTEL chez une Poaceae par hybridation in situ (lp : primordium foliaire, ylm : marge d’une très jeune feuille, pvt : cordons de pro-cambium). Au milieu : expression du gène PpTEL1 chez la mousse par hybridation in situ. A droite : des mutants de mousse déficients pour la protéine PpTEL1 présentent une croissance réduite avec une accélération du plastochrone.

Publications des 3 dernières années

The function of the RNA-binding protein TEL1 in moss reveals ancient regulatory mechanisms of shoot development. Vivancos J, Spinner L, Mazubert C, Charlot F, Paquet N, Thareau V, Dron M, Nogué F, Charon C. Plant Mol Biol. 2012 ;78;323-336

Oxidative DNA damage bypass in Arabidopsis thaliana requires DNA polymerase λ and proliferating cell nuclear antigen 2. Amoroso A, Concia L, Maggio C, Raynaud C, Bergounioux C, Crespan E, Cella R, Maga G. Plant Cell. 2011 ;23:806-22.

Diversity and dynamics of plant genome size : An example of polysomaty from a cytogenetic study of Tahitian vanilla (Vanilla xtahitensis, Orchidaceae). Lepers-Andrzejewski S, Siljak-Yakovlev S, Brown SC, Wong M, Dron M. Am J Bot. 2011 ;98:986-97.

The E2FD/DEL2 factor is a component of a regulatory network controlling cell proliferation and development in Arabidopsis. Sozzani R, Maggio C, Giordo R, Umana E, Ascencio-Ibañez JT, Hanley-Bowdoin L, Bergounioux C, Cella R, Albani D. Plant Mol Biol. 2010 ;72;:381-95.

Non-protein-coding RNAs and their interacting RNA-binding proteins in the plant cell nucleus. Charon C, Moreno AB, Bardou F, Crespi M. Mol Plant. 2010 ; 729-39.

Structure and vascular tissue expression of duplicated TERMINAL EAR1-like paralogues in poplar. Charon C, Vivancos J, Mazubert C, Paquet N, Pilate G, Dron M. Planta. 2010 231:525-35.

Crosstalks between myo-inositol metabolism, programmed cell death and basal immunity in Arabidopsis. Meng PH, Raynaud C, Tcherkez G, Blanchet S, Massoud K, Domenichini S, Henry Y, Soubigou-Taconnat L, Lelarge-Trouverie C, Saindrenan P, Renou JP, Bergounioux C. PLoS One. 2009 8 ;:e7364.

The Arabidopsis MCM2 gene is essential to embryo development and its over-expression alters root meristem function. Ni DA, Sozzani R, Blanchet S, Domenichini S, Reuzeau C, Cella R, Bergounioux C, Raynaud C. New Phytol.184:311-22.

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Cell Cycle and Development

• Moussa Benhamed (MCF, Paris-Sud University)
• Céline Charon (MCF, Paris-Sud University)
• Marianne Delarue (MCF, Paris-Sud University)
• Cécile Raynaud (CR2, CNRS)
• Catherine Bergounioux (DR2 émérite, CNRS)
• Michel Dron (PR1, Paris-Sud University)
• Christelle Mazubert (TCS, Paris-Sud University)
• Séverine Domenichini (AI, CNRS and PhD student) works with the team for 50% of her time
• Florence Prunier - Piron (IE, ANR contract)
• Elodie Hudik (IE, ANR contract)
• Quentin Bruggeman (PhD student)
• Teddy Jégu (masters 2 student)

• Objective
Our team is interested in several aspects of plant cell cycle regulation, from the mechanisms controlling cell cycle entry to pathways leading to cell cycle arrest and programmed cell death induction during plant development. Were more specifically focusing on the regulation of S-phase onset both in proliferating and in endoreduplicating cells. A specificity of our group is to study chloroplasts on a cell cycle point of view, and to questions their putative role as a source of regulatory signals. We are also characterizing a myo-inositol dependent signaling pathway which leads to programmed cell death. The identification of new players of this pathway aims at elucidating its physiological implications during plant development or upon stress conditions.

• Themes of research
Our group develops several research axes which are all related to cell cycle regulation :
 Plastid/nucleus interactions and cell cycle regulation
 Control of programmed cell death by the myo-inositol pathway
 Cell cycle regulation and chromatin remodeling
 Role of RNA-binding TEL proteins in the regulation of growth and development

• Main results
Plastid/nucleus interactions and cell cycle regulation We are trying to answer two distinct questions related to this research theme :
(i) are there mechanisms coordinating plastid division and cell cycle progression ? and
(ii) can plastid derived signals affect cell cycle regulation ?

AtCDT1a regulates both the cell cycle and plastid division (Raynaud et al., 2005). Left : phenotype of plants in which AtCDT1a has been down-regulated by a RNAi approach, they show redecud growth due to an inhibition of cell cycle progression. Right : mesophyll cells of this plant observed with a confocal microscope. Chloroplast appear in red (chlorophyll autofluorescence) and nuclei in green (expression of a nuclear protein fused to GFP). CDT1-RNAi plants show cells containing numerous normal sized chloroplasts and cells containing a single dramatically enlarged chloroplast.

Based on this result, we propose that cell cycle progression and plastid division may be coupled at the G1/S transition (Raynaud et al., 2005). We are now trying to provide evidence for cell cycle regulation of plastid division using cytological approaches. In parallel, we are further investigating the role of AtCDT1a in gametophyte development, maintenance of genome integrity and regulation of plastid division.

Cell proliferation is reduced in the crl mutant. Proliferating cells were labelled by EdU incorporation during S-phase. Labeling is clearly reduced in the mutant (crl) compared to the wild-type (WT).

The CRL protein is localized in the chloroplast envelope, and its absence dramatically affects cell division (Asano et al, 2004), it is therefore tempting to speculate that plastid derived signal scan regulate cell cycle progression. The characterization of the underlying regulatory pathway is under way in collaboration with Y. Yoshioka (Nagoya University).

This project is supported by a grant from ANR-Young Researchers (IPNODEV 2010-2012).

 Control of programmed cell death by the myo-inositol pathway

The atips1 mutant shows a light dependent spontaneous cell death (Meng et al., 2009). Left : wild-type (Col-0) and mutant (atips1) plants grown under short days (SD) or long days (LD). Right : atips1(bottom) and suppressors of the mutation (top) obtained by an EMS mutagenesis.

Our group investigates the signaling pathways responsible for the induction of programmed cell death in the absence of myo-inositol (collaboration with the group of H. Hirt, URGV, Evry), and the regulation of AtIPS1 expression, notably upon biotic stress. An EMS mutagenesis on the atips1 mutant allowed us to isolate several suppressors of the mutation. Positional cloning of the mutated genes is underway, and should allow the identification of new regulators of programmed cell death in Arabidopsis.

This project is supported by a grant from ANR (ANR “blanc” MAPK-IPS, 2010-2013).

 Cell cycle regulation and chromatin remodeling We have recently identified a cell cycle regulatory protein specifically associated with heterochromatin.

A cell cycle regulater which stimulates endoreduplication and binds heterochromatin. Plants over-expressing this protein fused to GFP have been generated. Top left : flow cytometry analysis of cell distribution in cell cycle phases depending on the presence or absence of GFP. Cells expressing the fusion protein show the highest DNA content, indicating that this protein positively regulates endoreduplication. Top-right : immuno-localization of this protein in Arabidopsis nuclei. GFP is localized in chromocenters (observed by DAPI staining) like the heterochromatin H3K9me2 (seen in red). Bottom : genome-wide analysis of this protein’s binding sites on chromatin by ChIP-seq.

We are now trying to determine how this factor is recruited to chromatin, and how chromatin remodling my affect endoreduplication.

 Role of RNA-binding TEL proteins in the regulation of growth and development Our group studies the higher-plant specific RNA-binding TEL proteins. EVO/DEVO approaches showed that the corresponding genes are expressed in tissues characterized by active cell proliferation (Paquet et al., 2005 ; Charon et al., 2010). These proteins could notably be involved in leaf formation, and in general in the regulation of growth depending on the amount of available energy. We are currently investigating the underlying mechanisms and more specifically trying to identify the RNA and proteic partners of TEL proteins.

TEL proteins could have a conserved role in leaf formation in plants (Vivancos et al., 2011). Left : expression of DsTEL in a Poaceae visualized by in situ hybridization (lp : leaf primordium, ylm : young leaf margin, pvt : pre-vascular tissues Centre : expression of PpTEL1 in the moss visualized by in situ hybridization. Right : moss mutants deficient for PpTEL1 show reduced growth and a shorter plastochrone.

This project is supported by a grant from ANR-Young Researchers (IPNODEV 2010-2012).

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• Publications : The last 3 years


The function of the RNA-binding protein TEL1 in moss reveals ancient regulatory mechanisms of shoot development. Vivancos J, Spinner L, Mazubert C, Charlot F, Paquet N, Thareau V, Dron M, Nogué F, Charon C. Plant Mol Biol. In press
Oxidative DNA damage bypass in Arabidopsis thaliana requires DNA polymerase λ and proliferating cell nuclear antigen 2. Amoroso A, Concia L, Maggio C, Raynaud C, Bergounioux C, Crespan E, Cella R, Maga G. Plant Cell. 2011 Feb ;23(2):806-22.
Diversity and dynamics of plant genome size : An example of polysomaty from a cytogenetic study of Tahitian vanilla (Vanilla xtahitensis, Orchidaceae). Lepers-Andrzejewski S, Siljak-Yakovlev S, Brown SC, Wong M, Dron M. Am J Bot. 2011 Jun ;98(6):986-97.
The E2FD/DEL2 factor is a component of a regulatory network controlling cell proliferation and development in Arabidopsis. Sozzani R, Maggio C, Giordo R, Umana E, Ascencio-Ibañez JT, Hanley-Bowdoin L, Bergounioux C, Cella R, Albani D. Plant Mol Biol. 2010 Mar ;72(4-5):381-95.
Non-protein-coding RNAs and their interacting RNA-binding proteins in the plant cell nucleus. Charon C, Moreno AB, Bardou F, Crespi M. Mol Plant. 2010 Jul ;3(4):729-39.
Structure and vascular tissue expression of duplicated TERMINAL EAR1-like paralogues in poplar. Charon C, Vivancos J, Mazubert C, Paquet N, Pilate G, Dron M. Planta. 2010 Feb ;231(3):525-35.
Crosstalks between myo-inositol metabolism, programmed cell death and basal immunity in Arabidopsis. Meng PH, Raynaud C, Tcherkez G, Blanchet S, Massoud K, Domenichini S, Henry Y, Soubigou-Taconnat L, Lelarge-Trouverie C, Saindrenan P, Renou JP, Bergounioux C. PLoS One. 2009 Oct 8 ;4(10):e7364.
The Arabidopsis MCM2 gene is essential to embryo development and its over-expression alters root meristem function. Ni DA, Sozzani R, Blanchet S, Domenichini S, Reuzeau C, Cella R, Bergounioux C, Raynaud C. New Phytol. 2009 Oct ;184(2):311-22.